21.1 Clavispora Lusitaniae Rodrigues de Miranda (1979)
Anamorph: Candida lusitaniae van Uden & do Carmo-Sousa
Wachstum auf YM-Agar: Nach 3 Tagen bei 25°C sind die Zellen subglobose, eiförmig bis länglich, 2-6×3-10 µm und treten einzeln, paarweise oder in kurzen Ketten auf. Das Wachstum ist butterartig, weiß bis cremefarben, glitzernd oder gelegentlich stumpf und rugose.
Wachstum in Glucose-Hefeextrakt-Brühe: Gelegentlich kann das Wachstum flockig sein.
Dalmau-Plattenkultur auf Maismehlagar: Nach 1 Woche bei 25°C sind Pseudohyphen reichlich vorhanden und gut entwickelt. Kolonien können mit Pseudohyphen gesäumt sein.
Bildung von Ascosporen: Asci sind normalerweise bilobat und enthalten eine oder zwei, selten drei oder vier klavierte Ascosporen (Abb. 21.2). Bud-Eltern-Konjugation wurde in einem Stamm beobachtet (Abb. 21.2F). Warzen können (Rodrigues de Miranda 1984a) oder nicht (Rodrigues de Miranda 1979) elektronenmikroskopisch sichtbar sein. Die Ascosporen werden kurz nach ihrer Bildung von den Asci befreit. In einigen Kreuzen bilden sich sphärische bis eiförmige Ascosporen (Abb. 21.2D). Eine reichliche Sporulation tritt 2-4 Tage bei 17-25 ° C nach dem Mischen von Kulturen kompatibler Paarungstypen auf 1% Malzextrakt-Agar oder YCBAS-Agar auf. Fast alle Isolate sind fruchtbar.
Abbildung 21.2. Clavispora lusitaniae. (A) SUB 79-257.1×CBS 4413. (B) Konjugationsröhrchen und (C) Zygote CBS 6936×UWOPS 94-252.1. (D) Eiförmige Ascosporen, G90-244,1 × G90-207,5. Automictischer Stamm MTCC 1001, (E) konjugierter Ascus; (F) autogamer Ascus; G) abgetrennte Asci und agglutinierte Ascosporen. Stange=5 µm. Lachance et al. (2003c), Nachdruck mit Genehmigung.
Fermentation
| Glucose | + |
| Galactose | v |
| Sucrose | v |
| Maltose | v |
| Lactose | − |
| Raffinose | − |
| Trehalose | v |
Growth (on Agar Media)
| Glucose | + |
| Inulin | − |
| Saccharose | +1 |
| Raffinose | − |
| Melibiose | − |
| Galactose | v |
| Lactose | − |
| Trehalose | + |
| Maltose | +1 |
| Melesitose | +1 |
| Methyl-α-d-glucosid | v |
| Lösliche Stärke | − |
| Cellobiose | v |
| Salicin | +1 |
| l-Sorbose | + |
| l-Rhamnose | + |
| d-Xylose | + |
| l-Arabinose | − |
| d-Arabinose | v |
| d-Ribose | v |
| Methanol | − |
| Ethanol | + |
| Glycerin | + |
| Erythrit | − |
| Ribitol | +1 |
| Galaktit | − |
| Mannitol | + |
| Glucitol | +1 |
| myo-Inositol | − |
| dl-Lactate | v |
| Succinate | + |
| Citrate | v |
| d-Gluconate | v |
| d-Glucosamine | v |
| N-Acetyl-d-glucosamine | +1 |
| Hexadecane | v |
| Nitrate | − |
| Vitamin-free | − |
1 Selten negativ (z.B. Stamm UWOPS 92-308.1)
Additional Growth Tests and Other Characteristics
| Xylitol | + |
| 2-Keto-d-gluconate | + |
| d-Glucuronate | − |
| Glucono-δ-lactone | v |
| Amino acid-free | + |
| Nitrite | − |
| Ethylamine | + |
| Lysine | + |
| Cadaverine | + |
| 10% NaCl | + |
| 50% Glucose | v |
| Starch production | − |
| DBB | − |
| Gelatin | − |
| Casein | − |
| Tween 80 | v |
| Acid production | − |
| Cycloheximide 0.001% | +/ w |
| 1% Essigsäure | − |
| Wachstum bei 30°C | + |
| Wachstum bei 37°C | + |
CoQ: 8 (Yamada und Kondo 1973).
Mol% G+C: 45,1-45,7, fünf Stämme, einschließlich CBS 4413 und CBS 6936 (BD: Lachance et al. 1986).
Gensequenz-Zugangsnummern, Typ Stamm: D1/D2 LSU rRNA=U44817, SSU rRNA=AY497762. Allotyp: D1/D2 LSU rRNA=AY190538.
Zellkohlenhydrate: Glucose und Mannose (Suzuki und Nakase 1998).
Ergänzende Stecktypen: CBS 6936, Stecktyp h+ und CBS 4413, Stecktyp h−.
Typ Belastung: CBS 6936.
Systematik: Lachance und Phaff (1998a) fassten die verfügbaren Informationen über die Variabilität der Spezies bei der Assimilation von l-Rhamnose, Zitronensäure und Maltose zusammen. Ein Isolat aus zerkleinerter Agave, UWOPS92-308.1, dessen Zugehörigkeit zu der Art kürzlich bestätigt wurde (Lachance et al. 2003c), konnte Saccharose, α-Glucoside, β-Glucoside, Ribitol, Glucono-δ-Lacton und N-Acetyl-Glucosamin nicht assimilieren. Die Identifizierung anhand von Wachstumsmerkmalen ist daher unzuverlässig. In fast allen Fällen wird C. lusitaniae in Form von haploiden Stämmen isoliert, die sich erst nach Vermischung mit einem kompatiblen Paarungstyp sexuell vermehren. Die beiden Paarungstypen scheinen in der Natur gleich verteilt zu sein. Stamm MTCC 1001 ist einzigartig in der Fähigkeit, Asci allein zu bilden, durch eine Mischung aus isogamer und Bud–Eltern-Konjugation. Die Zugehörigkeit zur Spezies wird durch die D1 / D2-Sequenz unterstützt, die mit der des Allotyps identisch ist. Trotz der Entdeckung eines automiktischen Stammes wird die morphologische Identifizierung von C. lusitaniae am bequemsten durch Paarung unbekannter mit Stämmen bekannter Paarungstypen erreicht (François et al. 2001). Leider passt der Allotyp CBS 4413 schlecht zusammen. François et al. (2001) und Lachance et al. (2003c) liefern Listen verschiedener Stämme und ihrer Paarungswirkungsgrade.
Die Spezies ist erstaunlich polymorph in den großen Untereinheiten-rDNA-Sequenzen, die um über 30 Substitutionen in der D2-Domäne variieren können (Lachance et al. 2003c). Es besteht jedoch keine Korrelation zwischen der Fähigkeit, reife Asci durch Paarung von Paaren zu bilden, und ihrem Ausmaß der Sequenzdivergenz. Einige haploide Stämme sind für die Variantensequenzen heterogen, was darauf hindeutet, dass dies ein seltener Fall ist, in dem eine Spezies für diesen normalerweise konservierten Marker im Wesentlichen polymorph ist. Wie ein solcher Polymorphismus entstanden ist, ist nicht klar. Eine plausible Erklärung ist, dass die Art allopatrisch in zwei verschiedene Populationen für genügend Zeit gebrochen wurde, um die Divergenz stattfinden zu lassen, aber ohne die Entwicklung eines postzygoten Isolationsmechanismus. Die Wiedervereinigung der Populationen, möglicherweise durch Kontinentaldrift, hätte dann die Koexistenz der Sequenzvarianten in einer einzigen mendelschen Population ermöglicht.
Ökologie: Die ökologische Nische von C. lusitaniae ist schlecht definiert. Obwohl die Hefe in Kakteen vorkommt, kann sie nicht als kaktophil angesehen werden, da sie nur gelegentlich in fast 2000 Proben berichtet wurde (Starmer et al. 1990). Mehrere Stämme wurden von P.F. Ganter aus nekrotischem Kaktusgewebe in Antigua gewonnen. Interessanterweise lieferten diese Proben keine C. opuntiae, wie man es normalerweise von diesem Lebensraum erwarten würde. In einer Studie über Hefen, die mit Agaven in Verbindung gebracht wurden, die für die Tequila-Produktion kultiviert wurden, fand Lachance (1993b), dass C. lusitaniae die am häufigsten vorkommende Art in Essigfäule an der Basis der Blätter in dieser Pflanze ist.
Biotechnologie: Unbekannt
Landwirtschaft und Ernährung: Unbekannt
Klinische Bedeutung: Clavispora lusitaniae wird regelmäßig in klinischen Proben nachgewiesen, aber nicht als echter Humanpathogen angesehen (Hurley et al. 1987). Es wurde zuerst von Holzschu et al. (1979), und ist seitdem in über 100 Proben von Patienten mit Immunschwäche aufgetaucht (Gargeya et al. 1990). Eine Studie mit 35 klinischen Isolaten (Merz et al. 1992) zeigten, dass eine signifikante Variation der Chromosomengrößen von Klon zu Klon auftritt. Diese Stämme konnten auf der Grundlage ihrer Elektrokaryotypen 15 Gruppen zugeordnet werden, die den 15 Patienten entsprachen, von denen sie isoliert worden waren.