21.1 Clavispora Lusitaniae Rodrigues de Miranda (1979)
Anamorphe: Candida lusitaniae van Uden & do Carmo-Sousa
Croissance sur gélose YM: Après 3 jours à à 25°C, les cellules sont subglobeuses, ovoïdes à allongées, de 2-6×3-10 µm, et se présentent seules, par paires ou en chaînes courtes. La croissance est butyreuse, de couleur blanche à crème, étincelante ou parfois terne et rugueuse.
Croissance dans un bouillon d’extrait de glucose-levure: La croissance peut parfois être floculeuse.
Culture en plaques de Dalmau sur gélose de farine de maïs : Après 1 semaine à 25°C, les pseudohyphes sont abondants et bien développés. Les colonies peuvent être bordées de pseudohyphes.
Formation d’ascospores : Les asques sont généralement bilobés, contenant une ou deux, rarement trois ou quatre, ascospores clavées (Fig. 21.2). Une conjugaison bourgeon–parent a été observée chez une souche (Fig. 21.2F). Les verrues peuvent (Rodrigues de Miranda 1984a) ou ne peuvent pas (Rodrigues de Miranda 1979) être visibles par microscopie électronique. Les ascospores sont libérées des asques peu de temps après leur formation. Dans certains croisements, des ascospores sphériques à ovoïdes sont formées (Fig. 21.2D). Une sporulation abondante se produit 2 à 4 jours à 17-25 ° C après le mélange de cultures de types d’accouplement compatibles sur gélose à 1% d’extrait de malt ou gélose YCBAS. Presque tous les isolats sont fertiles.
Figure 21.2. Clavispora lusitaniae. A) SOUS 79-257,1 × CBS 4413. (B) Tubes de conjugaison et (C) zygote CBS 6936×UWOPS 94-252.1. D) Ascospores ovoïdes, G90-244,1×G90-207,5. Souche automictique MTCC 1001, (E) ascus conjugué; (F) ascus autogame; G) asques déliquescés et ascospores agglutinées. Barre = 5 µm. Lachance et coll. (2003c), réimprimé avec permission.
Fermentation
| Glucose | + |
| Galactose | v |
| Sucrose | v |
| Maltose | v |
| Lactose | − |
| Raffinose | − |
| Trehalose | v |
Growth (on Agar Media)
| Glucose | + |
| Inulin | − |
| Saccharose | +1 |
| Raffineuse | − |
| Mélibiose | − |
| Galactose | v |
| Lactose | − |
| Tréhalose | + |
| Maltose | +1 |
| Mélézitose | +1 |
| Méthyl-α-d-glucoside | v |
| Amidon soluble | − |
| Cellobiose | v |
| Salicine | +1 |
| l-Sorbose | + |
| l-Rhamnose | + |
| d-Xylose | + |
| l – Arabinose | − |
| d- Arabinose | v |
| d-Ribose | v |
| Méthanol | − |
| Éthanol | + |
| Glycérol | + |
| Érythritol | − |
| Ribitol | +1 |
| Galactitine | − |
| Mannitol | + |
| Glucitol | +1 |
| myo-Inositol | − |
| dl-Lactate | v |
| Succinate | + |
| Citrate | v |
| d-Gluconate | v |
| d-Glucosamine | v |
| N-Acetyl-d-glucosamine | +1 |
| Hexadecane | v |
| Nitrate | − |
| Vitamin-free | − |
1 Rarement négatif (par exemple, souche UWOPS 92-308.1)
Additional Growth Tests and Other Characteristics
| Xylitol | + |
| 2-Keto-d-gluconate | + |
| d-Glucuronate | − |
| Glucono-δ-lactone | v |
| Amino acid-free | + |
| Nitrite | − |
| Ethylamine | + |
| Lysine | + |
| Cadaverine | + |
| 10% NaCl | + |
| 50% Glucose | v |
| Starch production | − |
| DBB | − |
| Gelatin | − |
| Casein | − |
| Tween 80 | v |
| Acid production | − |
| Cycloheximide 0.001% | +/ l |
| 1% Acétique | − |
| Croissance à 30°C | + |
| Croissance à 37°C | + |
CoQ : 8 (Yamada et Kondo 1973).
% Mol G+C : 45,1-45,7, cinq souches, dont CBS 4413 et CBS 6936 (BD : Lachance et al. 1986).
Numéros d’accession des séquences de gènes, souche type: ARNr D1/D2 LSU = U44817, ARNr SSU = AY497762. Allotype : ADNr D1/D2 LSU = AY190538.
Glucides cellulaires : Glucose et mannose (Suzuki et Nakase, 1998).
Types d’accouplement complémentaires: CBS 6936, type d’accouplement h+ et CBS 4413, type d’accouplement h-.
Souche type: CBS 6936.
Systématique : Lachance et Phaff (1998a) ont résumé les informations disponibles sur la variabilité rencontrée chez l’espèce dans l’assimilation du l-rhamnose, de l’acide citrique et du maltose. Un isolat d’agave broyé, UWOPS92-308.1, dont l’appartenance à l’espèce a été récemment confirmée (Lachance et al. 2003c), n’a pas réussi à assimiler le saccharose, les α-glucosides, les β-glucosides, le ribitol, la glucono-δ-lactone et la N-acétyl-glucosamine. L’identification basée sur les caractéristiques de croissance n’est donc pas fiable. Dans presque tous les cas, C. lusitaniae est isolé sous forme de souches haploïdes qui ne subissent une reproduction sexuée qu’après mélange avec un type d’accouplement compatible. Les deux types d’accouplement semblent être répartis de manière égale dans la nature. La souche MTCC 1001 est unique dans sa capacité à former des asci par elle–même, par un mélange de conjugaison isogame et bourgeon-parent. L’appartenance à l’espèce est soutenue par la séquence D1/D2, qui est identique à celle de l’allotype. Malgré la découverte d’une souche automictique, l’identification morphologique de C. lusitaniae est plus facilement obtenue en accouplant des inconnus avec des souches de types d’accouplement connus (François et al. 2001). Malheureusement, l’allotype, CBS 4413, s’accouple mal. François et coll. (2001) et Lachance et coll. (2003c) fournissent des listes de diverses souches et de leur efficacité d’accouplement.
L’espèce est étonnamment polymorphe dans les séquences d’ADNr de grande sous-unité, qui peuvent varier de plus de 30 substitutions dans le domaine D2 (Lachance et al. 2003c). Cependant, il n’y a aucune corrélation entre la capacité de former des asques matures par paires d’accouplement et leur étendue de divergence de séquence. Certaines souches haploïdes sont hétérogènes pour les séquences variant, ce qui indique qu’il s’agit d’un cas rare où une espèce est sensiblement polymorphe pour ce marqueur normalement conservé. La façon dont un tel polymorphisme est apparu n’est pas claire. Une explication plausible est que l’espèce a été divisée allopatriquement en deux populations distinctes pendant suffisamment de temps pour permettre la divergence, mais sans le développement d’un mécanisme d’isolement postzygotique. La réunification des populations, éventuellement par dérive des continents, aurait alors permis la coexistence des variantes de séquence dans une seule population mendélienne.
Écologie : La niche écologique de C. lusitaniae est mal définie. Bien que la levure se trouve dans les cactus, elle ne peut pas être considérée comme cactophile, n’ayant été rapportée qu’occasionnellement dans près de 2000 échantillons (Starmer et al. 1990). Plusieurs souches ont été récupérées à partir de tissus de cactus nécrotiques à Antigua par P.F. Ganter. Fait intéressant, ces échantillons n’ont pas donné de C. opuntiae comme on pourrait normalement s’y attendre dans cet habitat. Dans une étude des levures associées à l’agave cultivé pour la production de tequila, Lachance (1993b) a constaté que C. lusitaniae était l’espèce la plus abondante dans les pourritures acétiques à la base des feuilles de cette plante.
Biotechnologie: Inconnue
Agriculture et alimentation: Inconnue
Importance clinique : Clavispora lusitaniae est régulièrement récupérée dans des échantillons cliniques, mais n’est pas considérée comme un véritable agent pathogène humain (Hurley et al. 1987). Il a d’abord été reconnu comme un organisme infectieux opportuniste par Holzschu et al. (1979), et a depuis été retrouvé dans plus de 100 échantillons de patients souffrant de déficiences immunitaires (Gargeya et al. 1990). Une étude portant sur 35 isolats cliniques (Merz et al. 1992) ont révélé qu’une variation significative de la taille des chromosomes se produit d’un clone à l’autre. Ces souches ont pu être affectées, sur la base de leurs électrocaryotypes, à 15 groupes correspondant aux 15 patients dont elles avaient été isolées.